వెక్టర్ మరియు ఇన్సర్ట్ కేంద్రీకరణలు, పొడవులు మరియు మోలార్ నిష్పత్తులను నమోదు చేసి DNA లిగేషన్ ప్రతిస్పందనల కోసం ఆప్టిమల్ వాల్యూమ్లను లెక్కించండి. మాలిక్యులర్ బయాలజీ మరియు జన్యు ఇంజనీరింగ్కు అవసరమైన సాధనం.
DNA लिगेशन एक महत्वपूर्ण आणविक जीवविज्ञान तकनीक है जिसका उपयोग DNA टुकड़ों को एक साथ जोड़ने के लिए किया जाता है। DNA लिगेशन कैलकुलेटर शोधकर्ताओं के लिए एक आवश्यक उपकरण है, जो सफल लिगेशन प्रतिक्रियाओं के लिए आवश्यक वेक्टर और इनसर्ट DNA की उचित मात्रा निर्धारित करने में मदद करता है। वेक्टर (प्लास्मिड) और इनसर्ट DNA टुकड़ों के बीच सही मोलर अनुपात की गणना करके, यह कैलकुलेटर प्रभावी आणविक क्लोनिंग प्रयोगों को सुनिश्चित करता है जबकि बर्बाद किए गए अभिकर्मकों और विफल प्रतिक्रियाओं को कम करता है।
लिगेशन प्रतिक्रियाएँ आनुवंशिक इंजीनियरिंग, सिंथेटिक जीवविज्ञान और आणविक क्लोनिंग प्रक्रियाओं के लिए मौलिक हैं। ये वैज्ञानिकों को प्लास्मिड वेक्टर में रुचि के जीन डालने की अनुमति देती हैं ताकि उन्हें मेज़बान जीवों में बाद में स्थानांतरित किया जा सके। इन प्रतिक्रियाओं की सफलता मुख्य रूप से DNA घटकों की उचित मात्रा के उपयोग पर निर्भर करती है, जो कि इस कैलकुलेटर द्वारा निर्धारित की जाती है।
चाहे आप एक्सप्रेशन वेक्टर बना रहे हों, जीन पुस्तकालय बना रहे हों, या नियमित सबक्लोनिंग कर रहे हों, यह DNA लिगेशन कैलकुलेटर आपके प्रयोगात्मक परिस्थितियों को अनुकूलित करने और आपकी सफलता दर बढ़ाने में मदद करेगा। अपने DNA नमूनों के बारे में कुछ प्रमुख पैरामीटर इनपुट करके, आप अपने विशिष्ट लिगेशन प्रतिक्रिया के लिए आवश्यक सटीक मात्रा जल्दी प्राप्त कर सकते हैं।
DNA लिगेशन कैलकुलेटर एक मौलिक आणविक जीवविज्ञान सूत्र का उपयोग करता है जो जोड़े जाने वाले DNA टुकड़ों के विभिन्न आकारों और सांद्रताओं को ध्यान में रखता है। प्राथमिक गणना यह निर्धारित करती है कि वेक्टर DNA की तुलना में कितनी इनसर्ट DNA की आवश्यकता है, उनके संबंधित लंबाई और इच्छित मोलर अनुपात के आधार पर।
आवश्यक इनसर्ट DNA की मात्रा (नैनोग्राम में) निम्नलिखित सूत्र का उपयोग करके गणना की जाती है:
जहाँ:
एक बार जब आवश्यक इनसर्ट DNA की मात्रा निर्धारित हो जाती है, तो प्रतिक्रिया के लिए आवश्यक मात्रा की गणना की जाती है:
आइए एक व्यावहारिक उदाहरण के माध्यम से काम करते हैं:
चरण 1: आवश्यक इनसर्ट मात्रा की गणना करें
चरण 2: मात्रा की गणना करें
यह गणना सुनिश्चित करती है कि प्रतिक्रिया में प्रत्येक वेक्टर अणु के लिए तीन इनसर्ट अणु हैं, जिससे सफल लिगेशन की संभावनाएँ अनुकूलित होती हैं।
हमारा DNA लिगेशन कैलकुलेटर सहज और सीधा उपयोग करने के लिए डिज़ाइन किया गया है। अपने लिगेशन प्रतिक्रिया के लिए अनुकूल मात्रा की गणना करने के लिए इन चरणों का पालन करें:
वेक्टर जानकारी दर्ज करें:
इनसर्ट जानकारी दर्ज करें:
प्रतिक्रिया पैरामीटर सेट करें:
परिणाम देखें:
परिणाम कॉपी करें (वैकल्पिक):
कैलकुलेटर सभी इनपुट सकारात्मक संख्याएँ होने और यह सुनिश्चित करने के लिए मान्यता जांच करता है कि कुल मात्रा आवश्यक DNA मात्रा के लिए पर्याप्त है। यदि कोई त्रुटियाँ पाई जाती हैं, तो सहायक त्रुटि संदेश आपको इनपुट को सही करने के लिए मार्गदर्शन करेंगे।
DNA लिगेशन कैलकुलेटर कई आणविक जीवविज्ञान अनुप्रयोगों में मूल्यवान है:
सबसे सामान्य उपयोग मामला मानक आणविक क्लोनिंग है, जहाँ शोधकर्ता जीन या DNA टुकड़ों को प्लास्मिड वेक्टर में डालते हैं। कैलकुलेटर सुनिश्चित करता है कि:
सिंथेटिक जीवविज्ञान में, जहाँ अक्सर कई DNA टुकड़ों को इकट्ठा किया जाता है:
जब आणविक नैदानिक उपकरण विकसित करते समय:
प्रोटीन उत्पादन पर काम कर रहे शोधकर्ताओं के लिए:
जीनोम संपादन अनुप्रयोगों में:
कैलकुलेटर विशेष रूप से चुनौतीपूर्ण लिगेशन परिदृश्यों के लिए मूल्यवान है:
हालांकि हमारा DNA लिगेशन कैलकुलेटर पारंपरिक लिगेशन प्रतिक्रियाओं के लिए सटीक गणनाएँ प्रदान करता है, DNA टुकड़ों को जोड़ने के लिए कई वैकल्पिक दृष्टिकोण मौजूद हैं:
Gibson Assembly: ओवरलैपिंग DNA टुकड़ों को जोड़ने के लिए एकल-ट्यूब प्रतिक्रिया में एक्सोन्यूक्लियास, पॉलीमरेज़ और लिगेज का उपयोग करता है। पारंपरिक लिगेशन गणना की आवश्यकता नहीं है, लेकिन सांद्रता अनुपात अभी भी महत्वपूर्ण हैं।
Golden Gate Assembly: दिशा-निर्देशित, बिना निशान के कई टुकड़ों की असेंबली के लिए टाइप IIS प्रतिबंध एंजाइमों का उपयोग करता है। सभी टुकड़ों की समान मात्रा की आवश्यकता होती है।
SLIC (Sequence and Ligation Independent Cloning): एकल-धागे के ओवरहैंग बनाने के लिए एक्सोन्यूक्लियास का उपयोग करता है जो एक साथ जुड़ते हैं। आमतौर पर टुकड़ों की समान मात्रा का उपयोग किया जाता है।
In-Fusion Cloning: एक व्यावसायिक प्रणाली जो 15 bp ओवरलैप के साथ टुकड़ों को जोड़ने की अनुमति देती है। टुकड़े के आकार के आधार पर एक विशिष्ट अनुपात का उपयोग करती है।
Gateway Cloning: लिगेशन के बजाय साइट-विशिष्ट पुनः संयोजन का उपयोग करता है। विशिष्ट प्रवेश और गंतव्य वेक्टर की आवश्यकता होती है।
Empirical Testing: कुछ प्रयोगशालाएँ विभिन्न इनसर्ट:वेव्टर अनुपात (1:1, 3:1, 5:1, 10:1) के साथ कई लिगेशन प्रतिक्रियाएँ सेट करने को प्राथमिकता देती हैं और यह निर्धारित करती हैं कि उनके विशिष्ट निर्माणों के लिए कौन सा सबसे अच्छा काम करता है।
Software Calculators: व्यावसायिक सॉफ़्टवेयर पैकेज जैसे कि Vector NTI और SnapGene में अतिरिक्त सुविधाओं के साथ लिगेशन कैलकुलेटर शामिल हैं जैसे कि प्रतिबंध स्थल विश्लेषण।
DNA लिगेशन गणनाओं का विकास आणविक क्लोनिंग तकनीकों के विकास के साथ समानांतर है, जिसने आणविक जीवविज्ञान और बायोटेक्नोलॉजी में क्रांति ला दी है।
DNA लिगेशन के विचार का उदय 1970 के दशक में हुआ जब पौल बर्ग, हर्बर्ट बॉयर और स्टेनली कोहेन ने पहले पुनः संयोजित DNA अणुओं का विकास किया। इस अवधि के दौरान, लिगेशन प्रतिक्रियाएँ मुख्य रूप से अनुभवात्मक थीं, शोधकर्ता इष्टतम परिस्थितियों को निर्धारित करने के लिए परीक्षण और त्रुटि का उपयोग करते थे।
प्रतिबंध एंजाइमों और DNA लिगेज की खोज ने DNA अणुओं को काटने और पुनः जोड़ने के लिए आवश्यक उपकरण प्रदान किए। T4 DNA लिगेज, जो T4 बैक्टीरियोफेज-संक्रमित E. coli से अलग किया गया, ब्लंट और कोहिसिव अंत दोनों को लिगेट करने की अपनी क्षमता के कारण DNA टुकड़ों को जोड़ने के लिए मानक एंजाइम बन गया।
जैसे-जैसे आणविक क्लोनिंग अधिक नियमित होती गई, शोधकर्ताओं ने लिगेशन प्रतिक्रियाओं के लिए अधिक प्रणालीगत दृष्टिकोण विकसित करना शुरू कर दिया। वेक्टर और इनसर्ट DNA के बीच मोलर अनुपात का महत्व स्पष्ट हो गया, जिससे आज भी उपयोग में आने वाले मूल सूत्र का विकास हुआ।
इस अवधि के दौरान, शोधकर्ताओं ने स्थापित किया कि अतिरिक्त इनसर्ट DNA (आमतौर पर 3:1 से 5:1 मोलर अनुपात) आमतौर पर मानक क्लोनिंग अनुप्रयोगों के लिए लिगेशन दक्षता में सुधार करता है। यह ज्ञान प्रारंभ में प्रयोगशाला प्रोटोकॉल के माध्यम से साझा किया गया और धीरे-धीरे आणविक जीवविज्ञान मैनुअल और पाठ्यपुस्तकों में स्थानांतरित हो गया।
2000 के दशक में कंप्यूटेशनल उपकरणों और ऑनलाइन कैलकुलेटरों के आगमन ने शोधकर्ताओं के लिए सटीक लिगेशन गणनाओं को अधिक सुलभ बना दिया। जैसे-जैसे आणविक जीवविज्ञान तकनीकें अधिक परिष्कृत होती गईं, सटीक गणनाओं की आवश्यकता अधिक महत्वपूर्ण हो गई, विशेष रूप से कई टुकड़ों या बड़े इनसर्ट वाले चुनौतीपूर्ण क्लोनिंग प्रोजेक्ट्स के लिए।
आज, DNA लिगेशन गणनाएँ आणविक क्लोनिंग कार्यप्रवाह का एक अभिन्न हिस्सा हैं, जिसमें इस कैलकुलेटर जैसे समर्पित कैलकुलेटर शोधकर्ताओं को अपने प्रयोगों का अनुकूलन करने में मदद करते हैं। मूल सूत्र मुख्यतः अपरिवर्तित रहा है, हालांकि लिगेशन दक्षता को प्रभावित करने वाले कारकों की हमारी समझ में सुधार हुआ है।
गिब्सन असेंबली और गोल्डन गेट क्लोनिंग जैसी वैकल्पिक क्लोनिंग विधियों के उदय ने नई गणना आवश्यकताओं को पेश किया है, लेकिन DNA टुकड़ों के बीच मोलर अनुपात का मौलिक विचार इन तकनीकों में महत्वपूर्ण बना हुआ है।
यहाँ विभिन्न प्रोग्रामिंग भाषाओं में DNA लिगेशन कैलकुलेटर के कार्यान्वयन हैं:
1' Excel VBA Function for DNA Ligation Calculator
2Function CalculateInsertAmount(vectorAmount As Double, vectorLength As Double, insertLength As Double, molarRatio As Double) As Double
3 ' Calculate required insert amount in ng
4 CalculateInsertAmount = vectorAmount * (insertLength / vectorLength) * molarRatio
5End Function
6
7Function CalculateVectorVolume(vectorAmount As Double, vectorConcentration As Double) As Double
8 ' Calculate vector volume in μL
9 CalculateVectorVolume = vectorAmount / vectorConcentration
10End Function
11
12Function CalculateInsertVolume(insertAmount As Double, insertConcentration As Double) As Double
13 ' Calculate insert volume in μL
14 CalculateInsertVolume = insertAmount / insertConcentration
15End Function
16
17Function CalculateBufferVolume(totalVolume As Double, vectorVolume As Double, insertVolume As Double) As Double
18 ' Calculate buffer/water volume in μL
19 CalculateBufferVolume = totalVolume - vectorVolume - insertVolume
20End Function
21
22' Usage example in a cell:
23' =CalculateInsertAmount(50, 3000, 1000, 3)
241def calculate_ligation_volumes(vector_concentration, vector_length, insert_concentration,
2 insert_length, molar_ratio, total_volume, vector_amount=50):
3 """
4 Calculate volumes for a DNA ligation reaction.
5
6 Parameters:
7 vector_concentration (float): Concentration of vector DNA in ng/μL
8 vector_length (float): Length of vector DNA in base pairs
9 insert_concentration (float): Concentration of insert DNA in ng/μL
10 insert_length (float): Length of insert DNA in base pairs
11 molar_ratio (float): Desired molar ratio of insert:vector
12 total_volume (float): Total reaction volume in μL
13 vector_amount (float): Amount of vector DNA to use in ng (default: 50)
14
15 Returns:
16 dict: Dictionary containing calculated volumes and amounts
17 """
18 # Calculate vector volume
19 vector_volume = vector_amount / vector_concentration
20
21 # Calculate required insert amount
22 vector_length_kb = vector_length / 1000
23 insert_length_kb = insert_length / 1000
24 insert_amount = (vector_amount * insert_length_kb / vector_length_kb) * molar_ratio
25
26 # Calculate insert volume
27 insert_volume = insert_amount / insert_concentration
28
29 # Calculate buffer/water volume
30 buffer_volume = total_volume - vector_volume - insert_volume
31
32 return {
33 "vector_volume": round(vector_volume, 2),
34 "insert_volume": round(insert_volume, 2),
35 "buffer_volume": round(buffer_volume, 2),
36 "insert_amount": round(insert_amount, 2),
37 "vector_amount": vector_amount
38 }
39
40# Example usage
41result = calculate_ligation_volumes(
42 vector_concentration=50,
43 vector_length=3000,
44 insert_concentration=25,
45 insert_length=1000,
46 molar_ratio=3,
47 total_volume=20
48)
49
50print(f"Vector: {result['vector_volume']} μL ({result['vector_amount']} ng)")
51print(f"Insert: {result['insert_volume']} μL ({result['insert_amount']} ng)")
52print(f"Buffer: {result['buffer_volume']} μL")
53print(f"Total: 20 μL")
541function calculateLigationVolumes(vectorConcentration, vectorLength, insertConcentration,
2 insertLength, molarRatio, totalVolume, vectorAmount = 50) {
3 // Convert lengths to kb for calculation
4 const vectorLengthKb = vectorLength / 1000;
5 const insertLengthKb = insertLength / 1000;
6
7 // Calculate required insert amount
8 const insertAmount = (vectorAmount * insertLengthKb / vectorLengthKb) * molarRatio;
9
10 // Calculate volumes
11 const vectorVolume = vectorAmount / vectorConcentration;
12 const insertVolume = insertAmount / insertConcentration;
13 const bufferVolume = totalVolume - vectorVolume - insertVolume;
14
15 return {
16 vectorVolume: parseFloat(vectorVolume.toFixed(2)),
17 insertVolume: parseFloat(insertVolume.toFixed(2)),
18 bufferVolume: parseFloat(bufferVolume.toFixed(2)),
19 insertAmount: parseFloat(insertAmount.toFixed(2)),
20 vectorAmount: vectorAmount
21 };
22}
23
24// Example usage
25const result = calculateLigationVolumes(50, 3000, 25, 1000, 3, 20);
26console.log(`Vector: ${result.vectorVolume} μL (${result.vectorAmount} ng)`);
27console.log(`Insert: ${result.insertVolume} μL (${result.insertAmount} ng)`);
28console.log(`Buffer: ${result.bufferVolume} μL`);
29console.log(`Total: 20 μL`);
301public class DNALigationCalculator {
2 public static class LigationResult {
3 public final double vectorVolume;
4 public final double insertVolume;
5 public final double bufferVolume;
6 public final double insertAmount;
7 public final double vectorAmount;
8
9 public LigationResult(double vectorVolume, double insertVolume, double bufferVolume,
10 double insertAmount, double vectorAmount) {
11 this.vectorVolume = vectorVolume;
12 this.insertVolume = insertVolume;
13 this.bufferVolume = bufferVolume;
14 this.insertAmount = insertAmount;
15 this.vectorAmount = vectorAmount;
16 }
17 }
18
19 public static LigationResult calculateLigationVolumes(
20 double vectorConcentration, double vectorLength,
21 double insertConcentration, double insertLength,
22 double molarRatio, double totalVolume, double vectorAmount) {
23
24 // Convert lengths to kb
25 double vectorLengthKb = vectorLength / 1000.0;
26 double insertLengthKb = insertLength / 1000.0;
27
28 // Calculate required insert amount
29 double insertAmount = (vectorAmount * insertLengthKb / vectorLengthKb) * molarRatio;
30
31 // Calculate volumes
32 double vectorVolume = vectorAmount / vectorConcentration;
33 double insertVolume = insertAmount / insertConcentration;
34 double bufferVolume = totalVolume - vectorVolume - insertVolume;
35
36 // Round to 2 decimal places
37 vectorVolume = Math.round(vectorVolume * 100.0) / 100.0;
38 insertVolume = Math.round(insertVolume * 100.0) / 100.0;
39 bufferVolume = Math.round(bufferVolume * 100.0) / 100.0;
40 insertAmount = Math.round(insertAmount * 100.0) / 100.0;
41
42 return new LigationResult(vectorVolume, insertVolume, bufferVolume, insertAmount, vectorAmount);
43 }
44
45 public static void main(String[] args) {
46 LigationResult result = calculateLigationVolumes(50, 3000, 25, 1000, 3, 20, 50);
47
48 System.out.printf("Vector: %.2f μL (%.2f ng)%n", result.vectorVolume, result.vectorAmount);
49 System.out.printf("Insert: %.2f μL (%.2f ng)%n", result.insertVolume, result.insertAmount);
50 System.out.printf("Buffer: %.2f μL%n", result.bufferVolume);
51 System.out.printf("Total: 20 μL%n");
52 }
53}
541#include <iostream>
2#include <cmath>
3#include <iomanip>
4
5struct LigationResult {
6 double vectorVolume;
7 double insertVolume;
8 double bufferVolume;
9 double insertAmount;
10 double vectorAmount;
11};
12
13LigationResult calculateLigationVolumes(
14 double vectorConcentration, double vectorLength,
15 double insertConcentration, double insertLength,
16 double molarRatio, double totalVolume, double vectorAmount = 50.0) {
17
18 // Convert lengths to kb
19 double vectorLengthKb = vectorLength / 1000.0;
20 double insertLengthKb = insertLength / 1000.0;
21
22 // Calculate required insert amount
23 double insertAmount = (vectorAmount * insertLengthKb / vectorLengthKb) * molarRatio;
24
25 // Calculate volumes
26 double vectorVolume = vectorAmount / vectorConcentration;
27 double insertVolume = insertAmount / insertConcentration;
28 double bufferVolume = totalVolume - vectorVolume - insertVolume;
29
30 // Round to 2 decimal places
31 vectorVolume = std::round(vectorVolume * 100.0) / 100.0;
32 insertVolume = std::round(insertVolume * 100.0) / 100.0;
33 bufferVolume = std::round(bufferVolume * 100.0) / 100.0;
34 insertAmount = std::round(insertAmount * 100.0) / 100.0;
35
36 return {vectorVolume, insertVolume, bufferVolume, insertAmount, vectorAmount};
37}
38
39int main() {
40 LigationResult result = calculateLigationVolumes(50, 3000, 25, 1000, 3, 20);
41
42 std::cout << std::fixed << std::setprecision(2);
43 std::cout << "Vector: " << result.vectorVolume << " μL (" << result.vectorAmount << " ng)" << std::endl;
44 std::cout << "Insert: " << result.insertVolume << " μL (" << result.insertAmount << " ng)" << std::endl;
45 std::cout << "Buffer: " << result.bufferVolume << " μL" << std::endl;
46 std::cout << "Total: 20 μL" << std::endl;
47
48 return 0;
49}
50DNA लिगेशन के लिए इष्टतम मोलर अनुपात आमतौर पर मानक क्लोनिंग अनुप्रयोगों के लिए 3:1 से 5:1 के बीच होता है। हालाँकि, यह विशिष्ट लिगेशन परिदृश्य के आधार पर भिन्न हो सकता है:
लिगेशन दक्षता को प्रभावित करने वाले कई कारक होते हैं जो मोलर अनुपात से परे होते हैं:
आमतौर पर, 50-100 ng वेक्टर DNA की सिफारिश की जाती है। बहुत अधिक वेक्टर का उपयोग करने से उच्च पृष्ठभूमि हो सकती है या स्वयं-लिगेटेड वेक्टर हो सकता है, जबकि बहुत कम उपयोग करने से परिवर्तन दक्षता कम हो सकती है। चुनौतीपूर्ण लिगेशनों के लिए, आपको इस मात्रा को अनुकूलित करने की आवश्यकता हो सकती है।
हाँ। ब्लंट-एंड लिगेशन आमतौर पर स्टिकी-एंड (कोहेसिव-एंड) लिगेशन की तुलना में कम प्रभावी होते हैं। ब्लंट-एंड लिगेशन के लिए, उपयोग करें:
कई टुकड़ों की असेंबली के लिए:
यह कैलकुलेटर विशेष रूप से पारंपरिक प्रतिबंध एंजाइम और लिगेज-आधारित क्लोनिंग के लिए डिज़ाइन किया गया है। गिब्सन असेंबली के लिए, सभी टुकड़ों की समान मात्रा की सिफारिश की जाती है (1:1 अनुपात), हालाँकि DNA मात्रा की गणना का मूल विचार समान है। गोल्डन गेट असेंबली के लिए, सभी घटकों के समान मात्रा का उपयोग भी आमतौर पर किया जाता है।
वेक्टर के डिफॉस्फोरिलेशन (5' फॉस्फेट समूहों को हटाना) आत्म-लिगेशन को रोकता है लेकिन मात्रा गणनाओं को नहीं बदलता है। हालाँकि, डिफॉस्फोरिलेटेड वेक्टर के लिए:
न्यूनतम व्यावहारिक प्रतिक्रिया मात्रा आमतौर पर 10 μL होती है, जो उचित मिश्रण की अनुमति देती है और वाष्पीकरण की समस्याओं को रोकती है। यदि आपकी गणना की गई DNA मात्रा इच्छित प्रतिक्रिया मात्रा से अधिक है, तो आपके पास कई विकल्प हैं:
इष्टतम इनक्यूबेशन समय लिगेशन प्रकार के आधार पर भिन्न होता है:
हाँ, लिगेशन मिश्रण को आमतौर पर -20°C पर संग्रहीत किया जा सकता है और परिवर्तन के लिए पुनः उपयोग किया जा सकता है। हालाँकि, प्रत्येक फ्रीज-थॉ के चक्र से दक्षता कम हो सकती है। सर्वोत्तम परिणामों के लिए:
साम्ब्रुक J, रसेल DW. (2001). Molecular Cloning: A Laboratory Manual (3rd ed.). Cold Spring Harbor Laboratory Press.
ग्रीन MR, साम्ब्रुक J. (2012). Molecular Cloning: A Laboratory Manual (4th ed.). Cold Spring Harbor Laboratory Press.
एंग्लर C, कंद्ज़िया R, मारीलोननेट S. (2008). A one pot, one step, precision cloning method with high throughput capability. PLoS ONE, 3(11), e3647. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0003647
गिब्सन DG, यंग L, चुआंग RY, वेंटर JC, हचिसन CA, स्मिथ HO. (2009). Enzymatic assembly of DNA molecules up to several hundred kilobases. Nature Methods, 6(5), 343-345. https://doi.org/10.1038/nmeth.1318
ऐस्लानिडिस C, डी जोंग PJ. (1990). Ligation-independent cloning of PCR products (LIC-PCR). Nucleic Acids Research, 18(20), 6069-6074. https://doi.org/10.1093/nar/18.20.6069
ज़िमरमैन SB, फेइफर BH. (1983). Macromolecular crowding allows blunt-end ligation by DNA ligases from rat liver or Escherichia coli. Proceedings of the National Academy of Sciences, 80(19), 5852-5856. https://doi.org/10.1073/pnas.80.19.5852
Addgene - Molecular Biology Reference. https://www.addgene.org/mol-bio-reference/
न्यू इंग्लैंड बायोलैब्स (NEB) - DNA लिगेशन प्रोटोकॉल. https://www.neb.com/protocols/0001/01/01/dna-ligation-protocol-with-t4-dna-ligase-m0202
थर्मो फिशर साइंटिफिक - Molecular Cloning Technical Reference. https://www.thermofisher.com/us/en/home/life-science/cloning/cloning-learning-center.html
प्रोमेगा - क्लोनिंग तकनीकी मैनुअल. https://www.promega.com/resources/product-guides-and-selectors/protocols-and-applications-guide/cloning/
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