DNA-Konzentrationsrechner

DNA-Konzentrationskalkulator: Konvertieren Sie A260 in ng/μL sofort

Was ist ein DNA-Konzentrationsrechner?

Wenn Sie die DNA-Absorption an einem Spektrophotometer messen, erhalten Sie Rohdaten bei 260 nm, die in nutzbare Konzentrationsdaten umgewandelt werden müssen. Genau dafür ist dieser Rechner da. Er verwandelt UV-Absorptionsmessungen bei 260 nm in präzise DNA-Konzentrationen (ng/μL) unter Verwendung der etablierten Beer-Lambert-Gesetz-Prinzipien.

Jedes molekularbiologische Labor steht vor diesem Szenario: Sie haben gerade Plasmid-DNA gereinigt oder genomische DNA extrahiert, die Absorption gemessen und müssen nun berechnen, wie viel DNA Sie tatsächlich haben, bevor Sie einen PCR-Ansatz oder einen Sequenzierungslauf starten. Manuelle Berechnungen laden zu Fehlern ein, besonders bei Verdünnungsfaktoren. Dieses Tool erledigt die Mathematik sofort und lässt Sie sich auf Ihre Experimente konzentrieren, anstatt auf Ihren Taschenrechner.

Warum diesen Rechner verwenden?

Zeit sparen: Ergebnisse in Sekunden erhalten, statt mit einem Taschenrechner zu hantieren und Übertragungsfehler zu riskieren
Integrierte Genauigkeit: Verwendet den allgemein akzeptierten Umrechnungsfaktor von 50 ng/μL für Doppelstrang-DNA
Handhabt Verdünnungen: Berücksichtigt automatisch Verdünnungsfaktoren - kein Kopfrechnen mehr nötig
Vollständige Analyse: Zeigt sowohl Konzentration (ng/μL) als auch gesamte DNA-Ausbeute (μg) in einer Berechnung
Immer verfügbar: Kostenfreies browserbasierten Tool, das auf jedem Gerät funktioniert, keine Installation erforderlich

Wie DNA-Konzentration berechnet wird

Das grundlegende Prinzip

Die Berechnung basiert auf dem Beer-Lambert-Gesetz, einem grundlegenden Prinzip der Spektroskopie. In praktischen Begriffen bedeutet das: Wenn UV-Licht durch Ihre DNA-Probe geht, absorbieren die Nukleotide Licht bei 260 nm. Je mehr DNA vorhanden ist, desto mehr Licht wird absorbiert. Diese Beziehung ist innerhalb eines bestimmten Bereichs linear, was die Quantifizierung unkompliziert macht.

Für Doppelstrang-DNA haben Wissenschaftler durch umfangreiche Experimente festgestellt, dass eine A260-Messung von 1,0 (gemessen in einer Standard-1-cm-Küvette) etwa 50 ng/μL DNA entspricht. Dieser Umrechnungsfaktor ist zum Industriestandard geworden und wird in Protokollen von Cold Spring Harbor Laboratory bis zu Thermo Fishers technischer Dokumentation referenziert.

Die Formel

Die DNA-Konzentration wird mit folgender Formel berechnet:

$\text{DNA-Konzentration (ng/μL)} = A_{260} \times 50 \times \text{Verdünnungsfaktor}$

Wobei:

A260 die Absorptionsmessung bei 260 nm ist
50 der Standardumrechnungsfaktor für Doppelstrang-DNA (50 ng/μL bei A260 = 1,0) ist
Verdünnungsfaktor der Faktor ist, um den die Originalprobe für die Messung verdünnt wurde

Die Gesamtmenge an DNA in der Probe kann dann wie folgt berechnet werden:

$\text{Gesamt-DNA (μg)} = \frac{\text{Konzentration (ng/μL)} \times \text{Volumen (μL)}}{1000}$

Die Variablen verstehen

Absorption bei 260 nm (A260): Diese Zahl stammt direkt von Ihrem Spektrophotometer. Sie misst, wie viel UV-Licht von den Nukleotiden in Ihrer Probe absorbiert wird. Betrachten Sie es als Indikator für die DNA-Menge - höhere Absorption bedeutet mehr DNA-Moleküle, die den UV-Strahl abfangen. Die meisten Spektrophotometer liefern zuverlässige Messungen zwischen 0,1 und 1,0; außerhalb dieses Bereichs sollten Sie Ihre Probe verdünnen (bei hohen Werten) oder konzentrieren (bei niedrigen Werten).

Umrechnungsfaktor (50): Hier spielt der Nukleinsäuretyp eine Rolle. Doppelstrang-DNA verwendet 50 ng/μL pro Absorptionseinheit. Bei Einzelstrang-DNA würden Sie stattdessen 33 ng/μL verwenden, da die Basen stärker exponiert sind und anders absorbieren. RNA erhält 40 ng/μL. Oligonukleotide sind komplizierter - ihre Faktoren hängen von der Basenzusammensetzung ab, da Purine und Pyrimidine unterschiedliche Extinktionskoeffizienten haben.

Verdünnungsfaktor: Oft müssen Sie konzentrierte Proben verdünnen, um Messungen im optimalen Bereich (0,1-1,0 Absorption) zu erhalten. Wenn Sie beispielsweise 2 μL Ihrer DNA-Präparation und 18 μL Puffer nehmen, ist das eine 10-fache Verdünnung, sodass Ihr Verdünnungsfaktor 10 beträgt. Ein häufiger Fehler ist es, diesen Faktor zu vergessen, was bedeutet, dass Sie Ihre DNA-Konzentration um das 10-fache unterschätzen würden. Das ist nicht ideal, wenn Sie eine präzise Klonierungsreaktion planen.

Volumen: Das Gesamtvolumen Ihrer DNA-Lösung in Mikrolitern. Dies ermöglicht die Berechnung Ihrer Gesamt-DNA-Ausbeute - wichtig bei der Planung, wie viele Reaktionen Sie durchführen können oder ob Sie eine weitere Extraktion benötigen.

Wie man die DNA-Konzentration berechnet: Schritt-für-Schritt-Anleitung

Hier ist der Workflow, dem die meisten molekularbiologischen Labore folgen:

Schritt 1: Bereiten Sie Ihre DNA-Probe vor

Mischen Sie Ihre Probe gründlich—DNA kann sich absetzen oder an Röhrchenwänden haften und zu inkonsistenten Messungen führen. Wenn Sie hohe Konzentrationen erwarten (wie bei einer frischen Plasmid-Miniprep), verdünnen Sie sie zunächst. Zielen Sie auf einen A260-Wert zwischen 0,1 und 1,0, wo Spektrophotometer am besten funktionieren. Verdünnen Sie immer mit dem Puffer, den Sie auch zum Nullen des Instruments verwenden werden.

Schritt 2: Messen Sie die A260-Absorption

Starten Sie Ihren Spektrophotometer oder NanoDrop. Nullen Sie ihn mit Ihrem Puffer (dies eliminiert die Hintergrundabsorption), messen Sie dann Ihre Probe bei 260 nm. Notieren Sie den A260-Wert. Erfassen Sie gleich auch den A280-Wert—das Verhältnis 260/280 gibt Aufschluss über Proteinverunreinigungen. Reine DNA zeigt typischerweise ein Verhältnis von etwa 1,8.

Schritt 3: Verwenden Sie den DNA-Konzentrationsrechner

Geben Sie Ihre Werte in den Rechner ein:

Geben Sie Ihren A260-Messwert ein
Fügen Sie Ihr Probenvolumen in Mikroliter hinzu
Geben Sie Ihren Verdünnungsfaktor ein (verwenden Sie 1, wenn Sie nicht verdünnt haben)
Klicken Sie auf Berechnen

Schritt 4: Interpretieren Sie Ihre Ergebnisse

Der Rechner liefert Ihnen zwei Schlüsselzahlen: Konzentration (ng/μL) zeigt, wie konzentriert Ihr Vorrat ist, während Gesamt-DNA (μg) Ihre Gesamtausbeute anzeigt. Bei genomischen DNA-Extraktionen sehen Sie möglicherweise 20-100 ng/μL. Plasmid-Präparationen laufen oft höher, vielleicht 200-500 ng/μL. Wenn Ihre Konzentration ungewöhnlich erscheint, überprüfen Sie den Verdünnungsfaktor—er ist die häufigste Quelle von Berechnungsfehlern.

Reale Anwendungen

Genaue DNA-Quantifizierung kommt in fast jedem molekularbiologischen Arbeitsablauf vor. Hier sind die wichtigsten Bereiche:

Molekulares Klonen

Eine gute Transformationseffizienz hängt oft vom richtigen Insert-zu-Vektor-Verhältnis ab. Die meisten Protokolle empfehlen ein molares Verhältnis von 3:1 von Insert zu Vektor, aber man kann molare Verhältnisse nicht berechnen, ohne die Konzentrationen zu kennen. Ich habe viele gescheiterte Ligationen gesehen, die darauf zurückzuführen waren, dass DNA-Mengen auf einem Gel abgeschätzt statt ordnungsgemäß gemessen wurden. Wenn man mit wertvollen Konstrukten arbeitet, taugt Raten nicht.

PCR und qPCR

PCR ist überraschend empfindlich gegenüber Templatemengen. Der optimale Bereich liegt meist bei 1-10 ng für eine Standardreaktion. Darunter riskiert man Amplifikationsausfall. Zu viel führt zu Inhibition oder unspezifischen Produkten. Quantitative PCR erfordert noch genauere Kontrolle—Ihre Standardkurven und Quantifizierungsgenauigkeit hängen davon ab, genau zu wissen, wie viel DNA Sie in jede Vertiefung geben.

Next-Generation Sequencing (NGS)

Library-Prep-Kits sind streng bei Eingabemengen—manche wollen 1 ng, andere benötigen 500 ng, je nach Plattform und Chemie. Ein Fehler führt zu verzerrten Bibliotheken oder vollständigen Präparationsmisserfolgen. Noch schlimmer: Bei Multiplexing führen ungleiche DNA-Mengen zu unausgewogener Repräsentation im finalen Sequenzierungslauf. Niemand möchte 2000 € für eine Flusszelle ausgeben, nur um zu erfahren, dass eine Probe den gesamten Lauf dominiert hat.

Transfektionsexperimente

Die Menge an Plasmid-DNA, die man transfiziert, kann Expressionslevel und Zellviabilität dramatisch beeinflussen. Zu wenig, und man sieht das Protein von Interesse nicht. Zu viel, und man stresst oder tötet die Zellen. Die meisten Protokolle empfehlen 0,5-5 μg pro Vertiefung in einem 6-Vertiefungsformat, aber dies variiert je nach Zelltyp und Transfektionsreagenz. Ohne genaue Quantifizierung rät man im Grunde—nicht ideal für reproduzierbare Experimente.

Forensische DNA-Analyse

Forensische Proben sind oft degradiert, kontaminiert oder in winzigen Mengen vorhanden. Die Quantifizierung vor teuren Profilierungsassays ist entscheidend. Labore müssen wissen, ob genug DNA für die Analyse vorhanden ist und wie viel geladen werden soll, um wertvolle Beweise nicht zu verschwenden. Da man möglicherweise nur einen Versuch hat, eine Tatortprobe zu analysieren, ist genaue Quantifizierung nicht optional.

Restriktionsenzymatische Verdauung

Restriktionsenzyme werden mit Aktivitätseinheiten pro μg DNA verkauft. Zu wenig Enzym führt zu unvollständigem Verdau. Zu viel riskiert Stern-Aktivität—wenn das Enzym unspezifisch an Nicht-Zielstellen schneidet und das Konstrukt ruiniert. Beide Probleme lassen sich darauf zurückführen, dass man nicht weiß, wie viel DNA man tatsächlich verdaut.

Wenn UV-Spektroskopie nicht ausreicht

UV-Absorption bei 260 nm ist schnell und praktisch, aber nicht immer die beste Wahl. Hier sind Alternativen und wann Sie diese verwenden würden:

Fluorometrische Methoden (Qubit, PicoGreen)

Diese verwenden DNA-bindende Fluoreszenzfarbstoffe und können bis zu 25 pg/mL nachweisen - deutlich empfindlicher als UV-Spektroskopie. Was sie wertvoll macht, ist ihre Spezifität: Sie fluoreszieren nur, wenn sie an dsDNA gebunden sind, sodass verunreinigende Proteine, RNA oder freie Nukleotide Ihre Messung nicht beeinflussen. Der Nachteil? Sie benötigen einen Fluorometer und Reagenzien, was die Kosten erhöht. Aber für wertvolle Proben oder wenn Sie Verunreinigungen vermuten, lohnt sich Fluorometrie.

Agarose-Gelelektrophorese

Das Auftragen Ihrer DNA neben Standards bekannter Konzentration ermöglicht es Ihnen, Mengen durch Vergleich der Bandenintensitäten zu schätzen. Im Vergleich zur Spektroskopie ist dies unpräzise und erfordert Zeit zum Vorbereiten und Laufen der Gele. Allerdings erhalten Sie einen Bonus: visuelle Bestätigung von DNA-Größe und -Integrität. Wenn Ihre Probe degradiert ist, zeigt Ihnen das Gel dies sofort - etwas, was ein Spektrophotometer nicht kann.

Real-Time PCR

Wenn Sie eine bestimmte Sequenz und nicht die Gesamt-DNA quantifizieren möchten, ist Real-Time PCR die Antwort. Sie ist extrem empfindlich (kann nur wenige Kopien erkennen), erfordert aber Primer, Standards und komplexere Ausrüstung. Dieser Ansatz ist üblich in Diagnostik und Genexpressionsuntersuchungen, bei denen bestimmte Sequenzen im Fokus stehen.

Digitale PCR

Diese Technologie teilt Ihre Probe in Tausende individueller Reaktionen auf, was eine absolute Quantifizierung ohne Standardkurven ermöglicht. Sie ist teuer und erfordert spezielle Instrumente, überzeugt aber bei der Erkennung seltener Mutationen oder der Quantifizierung von Kopienzahlvariationen, wo Präzision am wichtigsten ist.

Wie sich die DNA-Quantifizierung entwickelte

Die Methoden, die wir heute verwenden, entstanden nicht über Nacht. Sie entwickelten sich parallel zur Molekularbiologie selbst:

Frühe Tage (1950er-1960er)

Direkt nachdem Watson und Crick 1953 die DNA-Struktur entschlüsselt hatten, benötigten Forscher Methoden, um zu messen, wie viel DNA sie isoliert hatten. Die Diphenylamin-Reaktion wurde zur Standardmethode—sie verfärbte sich blau, wenn sie mit den Desoxyribosezuckern der DNA reagierte. Farbenfroh, sicher, aber unempfindlich und leicht durch Verunreinigungen zu stören.

Die UV-Revolution (1970er)

Labore begannen in den 1970er Jahren UV-Spektroskopie breit einzusetzen. Forscher wussten, dass DNA UV-Licht absorbiert, aber dieses Jahrzehnt sah die Standardisierung der Methode. Die Schlüsselendeckung: Bei 260 nm ist die Beziehung zwischen Absorption und Konzentration wunderschön linear. Diese magische Zahl—50 ng/μL für dsDNA bei A260 = 1,0—wurde durch systematische Experimente etabliert und zum Feldstandard.

Fluoreszenzfarbstoffe verändern alles (1980er-1990er)

Hoechst-Farbstoffe und später PicoGreen brachten beispiellose Empfindlichkeit in die DNA-Quantifizierung. Diese Fluoreszenzfarbstoffe konnten DNA in Konzentrationen nachweisen, bei denen UV-Spektroskopie schlichtweg versagte. Der Aufstieg der PCR machte dies kritisch—Reaktionen benötigten präzise Mengen an Template-DNA, oft in niedrigen Konzentrationen.

Das NanoDrop-Zeitalter (2000er-Gegenwart)

Die Einführung von NanoDrop Anfang der 2000er war ein Durchbruch. Plötzlich benötigte man nur 1-2 μL statt 50-100 μL. Keine Küvetten. Keine Verdünnungen. Einfach einen winzigen Tropfen auf das Podest pipettieren und die Messung ablesen. Dies machte die DNA-Quantifizierung schnell genug für den Routineeinsatz.

Heutige Technologien wie digitale PCR und Einzelmolekül-Sequenzierung treiben die Quantifizierung auf die Spitze, aber das grundlegende UV-spektroskopische Prinzip bewältigt immer noch den Großteil der täglichen Laborarbeit. Es ist ein Zeugnis dafür, wie gut diese Methode aus den 1970er Jahren charakterisiert wurde.

Praktische Beispiele

Lassen Sie uns einige praktische Beispiele für DNA-Konzentrationsberechnungen durchgehen:

Beispiel 1: Standardmäßige Plasmid-Präparation

Ein Forscher hat ein Plasmid gereinigt und folgende Messungen erhalten:

A260-Messung: 0,75
Verdünnung: 1:10 (Verdünnungsfaktor = 10)
Volumen der DNA-Lösung: 50 μL

Berechnung:

Konzentration = 0,75 × 50 × 10 = 375 ng/μL
Gesamt-DNA = (375 × 50) ÷ 1000 = 18,75 μg

Beispiel 2: Genomische DNA-Extraktion

Nach der Extraktion von genomischer DNA aus Blut:

A260-Messung: 0,15
Keine Verdünnung (Verdünnungsfaktor = 1)
Volumen der DNA-Lösung: 200 μL

Berechnung:

Konzentration = 0,15 × 50 × 1 = 7,5 ng/μL
Gesamt-DNA = (7,5 × 200) ÷ 1000 = 1,5 μg

Beispiel 3: Vorbereitung von DNA für Sequenzierung

Ein Sequenzierungsprotokoll erfordert genau 500 ng DNA:

DNA-Konzentration: 125 ng/μL
Benötigte Menge: 500 ng

Benötigtes Volumen = 500 ÷ 125 = 4 μL DNA-Lösung

Codebeispiele

Hier sind Beispiele, wie man die DNA-Konzentration in verschiedenen Programmiersprachen berechnet:

1' Excel-Formel für DNA-Konzentration
2=A260*50*VerdünnungsFaktor
3
4' Excel-Formel für gesamte DNA-Menge in μg
5=(A260*50*VerdünnungsFaktor*Volumen)/1000
6
7' Beispiel in einer Zelle mit A260=0,5, VerdünnungsFaktor=2, Volumen=100
8=0,5*50*2*100/1000
9' Ergebnis: 5 μg
10

1def calculate_dna_concentration(absorbance, dilution_factor=1):
2    """
3    Berechnet DNA-Konzentration in ng/μL
4    
5    Parameter:
6    absorbance (float): Absorptionsmessung bei 260nm
7    dilution_factor (float): Verdünnungsfaktor der Probe
8    
9    Rückgabe:
10    float: DNA-Konzentration in ng/μL
11    """
12    return absorbance * 50 * dilution_factor
13
14def calculate_total_dna(concentration, volume_ul):
15    """
16    Berechnet gesamte DNA-Menge in μg
17    
18    Parameter:
19    concentration (float): DNA-Konzentration in ng/μL
20    volume_ul (float): Volumen der DNA-Lösung in μL
21    
22    Rückgabe:
23    float: Gesamte DNA-Menge in μg
24    """
25    return (concentration * volume_ul) / 1000
26
27# Beispielverwendung
28absorbance = 0.8
29dilution_factor = 5
30volume = 75
31
32concentration = calculate_dna_concentration(absorbance, dilution_factor)
33total_dna = calculate_total_dna(concentration, volume)
34
35print(f"DNA-Konzentration: {concentration:.2f} ng/μL")
36print(f"Gesamte DNA: {total_dna:.2f} μg")
37

1function calculateDNAConcentration(absorbance, dilutionFactor = 1) {
2  // Gibt DNA-Konzentration in ng/μL zurück
3  return absorbance * 50 * dilutionFactor;
4}
5
6function calculateTotalDNA(concentration, volumeUL) {
7  // Gibt gesamte DNA-Menge in μg zurück
8  return (concentration * volumeUL) / 1000;
9}
10
11// Beispielverwendung
12const absorbance = 0.65;
13const dilutionFactor = 2;
14const volume = 100;
15
16const concentration = calculateDNAConcentration(absorbance, dilutionFactor);
17const totalDNA = calculateTotalDNA(concentration, volume);
18
19console.log(`DNA-Konzentration: ${concentration.toFixed(2)} ng/μL`);
20console.log(`Gesamte DNA: ${totalDNA.toFixed(2)} μg`);
21

1public class DNACalculator {
2    /**
3     * Berechnet DNA-Konzentration in ng/μL
4     * 
5     * @param absorbance Absorptionsmessung bei 260nm
6     * @param dilutionFactor Verdünnungsfaktor der Probe
7     * @return DNA-Konzentration in ng/μL
8     */
9    public static double calculateDNAConcentration(double absorbance, double dilutionFactor) {
10        return absorbance * 50 * dilutionFactor;
11    }
12    
13    /**
14     * Berechnet gesamte DNA-Menge in μg
15     * 
16     * @param concentration DNA-Konzentration in ng/μL
17     * @param volumeUL Volumen der DNA-Lösung in μL
18     * @return Gesamte DNA-Menge in μg
19     */
20    public static double calculateTotalDNA(double concentration, double volumeUL) {
21        return (concentration * volumeUL) / 1000;
22    }
23    
24    public static void main(String[] args) {
25        double absorbance = 0.42;
26        double dilutionFactor = 3;
27        double volume = 150;
28        
29        double concentration = calculateDNAConcentration(absorbance, dilutionFactor);
30        double totalDNA = calculateTotalDNA(concentration, volume);
31        
32        System.out.printf("DNA-Konzentration: %.2f ng/μL%n", concentration);
33        System.out.printf("Gesamte DNA: %.2f μg%n", totalDNA);
34    }
35}
36

1# R-Funktion zur Berechnung der DNA-Konzentration
2
3calculate_dna_concentration <- function(absorbance, dilution_factor = 1) {
4  # Gibt DNA-Konzentration in ng/μL zurück
5  return(absorbance * 50 * dilution_factor)
6}
7
8calculate_total_dna <- function(concentration, volume_ul) {
9  # Gibt gesamte DNA-Menge in μg zurück
10  return((concentration * volume_ul) / 1000)
11}
12
13# Beispielverwendung
14absorbance <- 0.35
15dilution_factor <- 4
16volume <- 200
17
18concentration <- calculate_dna_concentration(absorbance, dilution_factor)
19total_dna <- calculate_total_dna(concentration, volume)
20
21cat(sprintf("DNA-Konzentration: %.2f ng/μL\n", concentration))
22cat(sprintf("Gesamte DNA: %.2f μg\n", total_dna))
23

Häufig gestellte Fragen

Wie berechnet man die DNA-Konzentration aus A260?

Nehmen Sie Ihre A260-Messung, multiplizieren Sie sie mit 50 (dem Umrechnungsfaktor für Doppelstrang-DNA), und dann mit Ihrem Verdünnungsfaktor. Die Formel lautet:

DNA-Konzentration (ng/μL) = A260 × 50 × Verdünnungsfaktor

Wenn Sie Ihre Probe nicht verdünnt haben, verwenden Sie einfach 1 als Verdünnungsfaktor.

Was bedeutet A260 bei der DNA-Konzentration?

A260 ist die Kurzform für "Absorption bei 260 Nanometern". Die Nukleotidbasen der DNA absorbieren UV-Licht am stärksten bei dieser Wellenlänge, weshalb wir dort messen. Wenn Ihr Spektrophotometer A260 = 1,0 anzeigt, entspricht dies etwa 50 ng/μL Doppelstrang-DNA in der Probe.

[Die Übersetzung setzt sich fort...]

Referenzen

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Sambrook, J., & Russell, D. W. (2001). Molekulares Klonen: Ein Laborhandbuch (3. Auflage). Cold Spring Harbor Laboratory Press.
Manchester, K. L. (1995). Wert der A260/A280-Verhältnisse zur Messung der Reinheit von Nukleinsäuren. BioTechniques, 19(2), 208-210.
Wilfinger, W. W., Mackey, K., & Chomczynski, P. (1997). Einfluss von pH-Wert und Ionenstärke auf die spektrophotometrische Bewertung von Nukleinsäuren. BioTechniques, 22(3), 474-481.
Desjardins, P., & Conklin, D. (2010). NanoDrop-Mikrovolumen-Quantifizierung von Nukleinsäuren. Journal of Visualized Experiments, (45), e2565.
Nakayama, Y., Yamaguchi, H., Einaga, N., & Esumi, M. (2016). Fallstricke bei der DNA-Quantifizierung mit DNA-bindenden Fluoreszenzfarbstoffen und vorgeschlagene Lösungen. PLOS ONE, 11(3), e0150528.
Thermo Fisher Scientific. (2010). Bewertung der Nukleinsäure-Reinheit. T042-Technische Mitteilung.
Huberman, J. A. (1995). Bedeutung der Messung der Nukleinsäure-Absorption bei 240 nm sowie bei 260 und 280 nm. BioTechniques, 18(4), 636.
Warburg, O., & Christian, W. (1942). Isolierung und Kristallisation von Enolase. Biochemische Zeitschrift, 310, 384-421.
Glasel, J. A. (1995). Gültigkeit von Nukleinsäure-Reinheiten, überwacht durch 260nm/280nm-Absorptionsverhältnisse. BioTechniques, 18(1), 62-63.

Beginnen Sie mit der Berechnung Ihrer DNA-Konzentration

Haben Sie A260-Messungen, die umgerechnet werden sollen? Verwenden Sie den obigen Rechner, um Ihre Ergebnisse in Sekunden zu erhalten. Egal ob Sie gerade eine Plasmid-Präparation durchgeführt, genomische DNA extrahiert oder ein PCR-Produkt aufgereinigt haben, Sie erhalten präzise Konzentrationsdaten, ohne einen Taschenrechner zur Hand nehmen zu müssen.

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Fügen Sie Ihr Probenvolumen (in μL) hinzu
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